Introduction
Les maladies infectieuses impliquent l’un des plus grands problèmes de santé, causant une grande morbidité et atteignant des niveaux de millions de personnes touchées chaque année 1. L’augmentation des voyages, des changements démographiques et des résistances antimicrobiennes contribue de manière significative à ce phénomène. Le traitement des maladies infectieuses repose sur un premier diagnostic suivi de l’administration du médicament correspondant.
La plupart des maladies infectieuses sont la conséquence d’un réseau complexe d’interactions pouvant impliquer des centaines de milliers de facteurs, à la fois de l’agent pathogène et l’hôte. Pour mieux comprendre les processus de maladies infectieuses, il est essentiel de mener des études de translationnation et multidisciplinaires dans lesquelles la coopération du personnel impliqué dans les différents domaines de travail est intégrée.
Les analyses les plus exhaustives effectuées Jusqu’à présent, dans la recherche de biomarqueurs et de nouvelles cibles de drogue et de vaccins à partir de génomique et de transcriptomique. Au cours des dernières décennies, le nombre d’études protéomiques dans les maladies infectieuses et tout au long de la portée clinique de la recherche de biomarqueurs et de nouveaux objectifs de vaccination et de médicaments a considérablement augmenté.
Le séquençage du génome microbien a révolutionné l’étude des agents pathogènes , non seulement au niveau de la microbiologie de base, mais également dans le diagnostic, l’épidémiologie, la physiopathologie, le traitement des maladies et le développement de vaccins. De plus, le séquençage du génome microbien a permis à l’étude de sa protéine. Le premier génome séquencé était le virus Epstein-Barr (1984), 170kbs2 et une décennie plus tard, en 1995, le génome de la bactérie gramnegative hémophilus grippe, de 1,8 Mb3.
De nombreuses études étaient basées sur L’analyse des gènes exprimée dans différents types de cellules et tissus dans différents contextes physiologiques, principalement au moyen d’une analyse de l’ARN de messagerie (ARNm), sans exister souvent une corrélation directe entre le contenu de l’ARNm et la teneur en protéines. L’absence de corrélation entre les niveaux de protéines ARNM est due au fait que l’ensemble protéique produit par une quantité donnée d’ARNm dépend de l’état physiologique de la cellule4. Un exemple de cette absence de corrélation entre transcriptomique (ARNm) et protéomique (protéine) est démontré sur les travaux de Franco et al.5, où deux souches d’hélicoptère pylori, un parent cancérogène et non cancérogène sont comparées. Les analyses de l’ARNm ont montré des différences entre les deux souches, tandis qu’au niveau de la protéine, ces souches étaient différentielles.
La protéomique est considérée comme la prochaine étape de l’étude d’un système biologique, après génomique et transcriptomique. La complexité des études protéomiques est plus grande, car le génome d’un organisme est statique, tandis que le protéome diffère d’une cellule à une autre et entre les états. Le terme protéeoma6, défini par Marc Wilkins en 1994, est une image dynamique de toutes les protéines exprimées par un organisme particulier, un compartiment cellulaire ou subcellulaire, à un moment donné et dans certaines conditions, constituant la carte d’expression de la protéine d’une cellule, d’un tissu ou d’une donnée. organisme. Un facteur de complexité supplémentaire est la modification de la structure de base ou de la séquence de la protéine (par exemple, de traitement protéolytique) et post-translationnelle (PTM), qui servent à modifier ou à moduler l’activité, la fonction ou l’emplacement d’une protéine dans différents physiologiques ou contextes métaboliques. Enfin, un autre facteur de complexité est le clair de lune ou la multifonctionnalité, dans lequel la même protéine peut effectuer diverses fonctions7.
protéomique, un terme également inventé par Wilkins, est une nouvelle approche dans l’étude des protéines qui a évolué dans Les dernières années grâce à l’intégration des technologies en tant que procédés de séparation des protéines de haute performance, spectrométrie de masse (MS) et, surtout, outils de bioinformatique qui ont permis l’analyse d’un volume important de données. Grâce à son applicabilité, la protéomique permet non seulement d’identifier les protéines, mais également de les catégoriser et de les classer sur leur fonction et leurs interactions.
Le domaine d’étude de la protéomique est vraiment large, mais nous pouvons la regrouper en 3 sous-groupes: a) la protéomique d’expression, dont l’objectif est d’identifier les protéines présentes dans l’échantillon et d’obtenir toutes les informations sur Abondances, PTM et emplacement subcellulaire; b) la protéomique structurelle, qui permet d’obtenir la structure tridimensionnelle des protéines fonctionnelles, et c), dont le but est de trouver la fonction des protéines et de connaître les interactions qu’elles peuvent apporter.
protéomique techniques qu’ils offrent une nouvelle approche puissante pour le diagnostic des agents pathogènes, la prise de vue des épidémies, la dynamique pathogène-hôte, le contrôle des maladies et le développement de médicaments et de vaccins.
Le présent examen vise à montrer la grande variété de Techniques et applications disponibles dans le domaine de la protéomique visant à l’étude des maladies infectieuses.
Méthodologies protéomiques
Les techniques protéomiques impliquent de nombreuses méthodologies expérimentales, telles que l’électrophorèse à 2 dimensions (2de), la chromatographie liquide (LC et MS. La combinaison de ces techniques avec une analyse bioinformatique ultérieure est utilisée pour l’étude protéique d’une grande variété d’organismes. Ces techniques sont potentiellement précieuses, bien qu’il existe des complexités dans des échantillons pouvant affecter leur analyse et leur interprétation, tels que le degré de PTM, la gamme dynamique d’expression (par exemple, l’abondance de l’albumine dans les protéines minoritaires du plasma) et des problèmes de détection de protéines associés Avec membrane8.
Le plus grand obstacle à la progression dans le domaine de la protéomique est la difficulté de la collecte des agents pathogènes in vivo dans une abondance suffisante et suffisamment pour les analyses protéomiques. Même si ces conditions conviennent aux études d’expression des protéines dans des microorganismes pathogènes, il y a des cas où il ne peut pas être effectué et que la culture axénique (in vitro) devient la meilleure option. La multitude d’agents pathogènes a été analysée à l’aide de techniques protéomiques dans des conditions in vitro. Ces études permettent de connaître l’ampleur de l’expression de protéines et d’avoir une idée mondiale de leur protéome. Sur la base de l’étude du protéome dans ces conditions peut entraîner la perte d’informations fondamentales9-12, car elle ne permet pas d’identifier les protéines impliquées dans l’infection, telles que des facteurs de virulence, des protéines qui permettent l’évasion de la réponse immunitaire de l’hôte et de la protéines qui permettent l’utilisation des machines cellulaires de l’hôte de se propager. Une simulation expérimentale des conditions d’infection des infections est l’infection de cultures cellulaires (simulation in vitro de l’environnement d’infection) ou à l’utilisation de modèles animaux13,14. L’inconvénient de ces études réside en présence d’une grande « contamination » par des protéines hôtes, ainsi qu’un faible obtention d’une biomasse pathogène.
Au total, des approches expérimentales in vitro / ex vivo ont des implications importantes en ce qui concerne À l’identification de nouveaux vaccins, cibles de médicaments, biomarqueurs de l’infectiosité et progrès de la maladie.
La plupart des protéines impliquées dans les premières étapes de l’infection hôte sont les protéines de surface cellulaire. Ces protéines sont la connexion entre la cellule et le milieu extracellulaire, de sorte qu’ils sont le médiateur principal de l’infection. Par conséquent, ils sont des éléments d’intérêt important pour le développement de nouveaux vaccins et la caractérisation de nouvelles cibles pour les médicaments. Les informations de ces molécules sont à faible représentation des études protéomiques en raison de sa faible abondance, de sa faible solubilité et de son problème dans son fractionnement sans contamination par des protéines cytoplasmiques15,16. Dans le cas de l’étude des bactéries et des champignons gramineux, il est également important de connaître la composition protéique de la paroi cellulaire et non seulement de la membrane plasmatique17.
Préparation des échantillons
Obtention et préparation des échantillons est une des étapes les plus pertinentes des études protéomiques. Il est essentiel d’être importants que les échantillons soient pris et traités par le même protocole, de sorte que les résultats obtenus soient véridiques, reproductibles et que les différences observées ne résultent pas de la manipulation.
Le traitement de l’échantillon dans Le laboratoire diffère en fonction de l’origine de cela et du but de l’étude. Dans les études en culture axénique, une isolation antérieure est nécessaire pour obtenir l’échantillon de protéines. Au contraire, lorsque le microorganisme est analysé dans un état infectieux, la préparation de l’échantillon précis d’une isolation du microorganisme par rapport aux cellules de l’hôte.Les méthodes les plus couramment utilisées pour la séparation sont la centrifugation, la séparation immunomagnétique (IMS) et la classification des cellules par cytométrie d’écoulement (FACS).
La première méthode, la centrifugation, est recommandée pour les agents pathogènes avec la paroi cellulaire (plantes, bactéries champignons, algues, arquées et grammositives), lyse préalable de cellules eucaryotes (hôte) par pression osmotique18,19 ou détergents tels que tritonx-11413.
dans la deuxième méthode, la technique IMS, les particules magnétiques conjuguées Avec une immunoglobuline spécifique (IG) contre le microorganisme d’intérêt est utilisé. Ces microorganismes peuvent être facilement enrichis et purifiés, générant une biomasse suffisante protéine pratiquement libre de l’hôte d’une analyse de protéane exhaustive. L’avantage le plus important sur la centrifugation obtient un échantillon exempt de contaminants de l’hôte. Au contraire, cette technique nécessite des anticorps spécifiques contre les structures de la surface d’agent pathogène.
dans la troisième méthode, les Facs, les anticorps spécifiques sont utilisés pour l’étiquetage fluorescent du microorganisme cible, dans le but de faciliter la séparation de cet égard à d’autres micro-organismes ou détritus de la cellule hôte. Cette technique peut séparer des milliers de particules par seconde, mais l’accumulation de matériau pathogène suffisant pour l’application de techniques protéomiques nécessite plusieurs heures de classification, ce qui rend très coûteux.
Toutes ces méthodes de séparation doivent être optimisées. Pour augmenter la vitesse de traitement de l’échantillon et réduire le risque de digestion partielle par des protéases, en plus de réduire la probabilité de contamination avec les protéines hôtes.
Les études protéomiques peuvent être adressées à l’étude du protéome total, du sous-protégé o une protéine concrète. La sélection d’une protéine ou d’une population protéique particulière doit être effectuée par un fractionnement de l’échantillon. Parmi les techniques utilisées à cette fin, il convient de mettre en évidence la purification de l’affinité tandem (co-IP) 21 et la puce de balayage de peptidome par HLA22,23.
techniques protéomiques
Les techniques protéomiques sont divisées en qualitatifs et quantitatifs. La première information sur l’expression ou non d’un certain ensemble de protéines ou de protéines (présence / absence), tandis que la protéomique quantitative permet de déterminer et de comparer la quantité de protéine présente dans l’échantillon.
dans les études en protéomique , l’échantillon est un mélange complexe de centaines de protéines. Pour cette raison, l’utilisation d’une technique de séparation est essentielle. Ces techniques sont regroupées dans: Gel et sans gel. Les techniques de gel sont celles dans lesquelles un cadre de polymères est utilisé pour la séparation. Les techniques sans gel effectuent la séparation de l’échantillon de protéines en solution par différents types de chromatographie liquide (échange d’ions, affinité, phase inverse …). Le tableau 1 montre les avantages et les inconvénients des différentes techniques protéomiques.
Sommaire de Les principaux avantages et inconvénients des techniques de gel et sans gel protéomique
Haute résolution
Identification facile et séquençage des biomarqueurs
Détection des isoformes d’une protéine
limitations pour les protéines à faible abondance et hydrophobe
Superposition des protéines
Manque d’automatisation, Limitation de
Absence de différences d’immatriculation
Processus automatisé multidimensionnel
Sensibilité élevée et résolution
Possibilité de quantification
Réduction des coûts en raison de l’absence de marquage
Mauvaise manipulation de l’échantillon
ID bas Little abondant
Difficulté de l’assemblage des peptides triformés
moins de précision en quantification concernant le marquage
Processus multidimensionnels multidimensionnels
Sensibilité élevée et résolution Haute précision en quantification
Coût élevé des isotopes et synthétiques Peptides
Gestion supérieure de l’échantillon
Protéomiques qualitatives sur gel gel
La séparation des protéines sur gel est un outil qui permet la séparation de ceux-ci par des propriétés telles que la taille (MR), le point isoélectrique (PI) et / ou la conformation (gels natifs). La séparation du gel peut être effectuée par une seule propriété (monodimensionnelle) ou de 2 propriétés consécutives (bidimensionnelles). En raison de la complexité des extraits de protéines totale, la séparation des échantillons de l’électrophorèse bidimensionnelle (2DE) offre une résolution plus élevée. Grâce à cette technique, les protéines sont séparées par IP et par la suite par MR, obtenant une carte globale du protéome d’échantillon.
technique 2 ne peut être appliquée que de manière satisfaisante s’il y a un minimum de 108 cellules isolées. Cette technique permet de séparer entre 3 000 et 5 000 protéines uniques24, généralement différenciées en une seule place. Cependant, la même protéine peut être identifiée dans différents endroits, indiquant que cette protéine présente plusieurs isoformes qui diffèrent dans PI et / ou MR. Ces isoformes peuvent informer sur les PTM possibles d’une protéine donnée. Les PTM les plus fréquents sont des phosphorylations, des glycosylations ou une protéolyse limitée25. Un autre phénomène moins commun est l’identification de deux protéines au même endroit, en raison de son PI égal et de M.
La préparation de l’échantillon de l’électrophorèse bidimensionnelle est cruciale pour obtenir des résultats optimaux, étant nécessaire Processus de solubilisation, désintégration, dénaturation et réduction des protéines26.
Une possibilité offerte par des gels 2D est sa combinaison avec des techniques d’étiquetage des protéines permettant la comparaison des protéines dans le même gel, évitant ainsi de la sorte Variations d’immatriculation (entre les gels / expériences). Cette technique est connue sous le nom de gel à deux dimensions différentiel (2D-DIGE). L’étiquetage des fluorophores peut être appliqué à l’étude comparative de 2 protéomes permettant une quantification relative des échantillons. Ce marquage peut être dirigé vers des séries de protéines spécifiques; Par exemple, l’étude des protéines avec des régions exposées au milieu extracellulaire. L’applicabilité de cette technique a permis à l’étude de la surfade27 en évitant la fractionnement des protéines de surface, qui sont généralement longues et coûteuses.
gels 2D-DIGE peuvent être appliqués à la recherche de cibles thérapeutiques en analysant l’in vitro Protéomé contre le protéome du pathogène dans une situation d’infection, obtenant dans le même gel la comparaison du protéome dans les deux situations. En raison de la difficulté à obtenir suffisamment d’échantillon d’agent pathogène dans une situation d’infection, des études ont été effectuées dans lesquelles le protéome du microorganisme in vitro est comparé à différentes phases de croissance. Dans le travail de Hayashi et al.28, les protéines exprimées par legionella pneumophila ont été étudiées dans 2 phases de croissance: exponentielle et posttexponentielle, observant une expression élevée de facteurs de virulence dans la phase post-utile. Grâce à cette étude, il peut être établi dans les travaux futurs du protéome de phase post-utilité comme une approximation du protéome en infection.
Un inconvénient significatif de la 2e technique est la limitation de la capacité de mise au point de la protéine d’abondance moyenne à faible en raison de la large gamme de niveaux d’expression de protéines. Les protéines les plus touchées par ladite limitation sont les protéines membranaires et les protéines de faible poids moléculaire, qui sont sous-représentées dans la protéine totale. Ces protéines peuvent être mieux détectées par d’autres techniques protéomiques29.
Techniques sans gel
La technique sans gel nécessite une première séparation des protéines présentes dans l’échantillon par chromatographie liquide par différentes propriétés, définies selon la colonne. utilisé. Il existe différents types de colonnes sur le marché, le plus utilisé étant la phase inverse, l’échange d’ions, l’affinité et l’exclusion moléculaire. , Une analyse est effectuée par MS pour l’identification des protéines (LC-MS / MS).
Les techniques de séparation sans gel sont souhaitables lorsque la quantité d’échantillon est rare, de même que par la suite le cas de Expériences en infection dans laquelle un faible nombre de micro-organismes est obtenu. Dans ces cas, des techniques MS sans gel sont adaptées à une meilleure sensibilité, car elles permettent de surveiller 500 à 600 protéines à partir de seulement 106 cellules14 (une quantité 100 fois inférieure à celle des gels 2D). Cette technique permet de détecter des protéines difficiles à séparer en 2de, telles que des protéines très hydrophobes, des protéines à membrane et des protéines PI-extrémités, telles que des protéines ribosomales avec une PI30-32 de base. Un exemple clair dans lequel cette plus grande sensibilité est démontrée est le travail effectué dans le génitalium mycoplasme, un modèle de génome et un protéome minimum, dans lequel la fraction riche en protéines membranaires a été étudiée par la fractionnement de Tritton114. L’analyse de cette fraction a été effectuée à la fois par 2 et par LC-MS, obtenant une différence claire en termes de nombre identifié de protéines. Au moyen de 29, 49 protéines ont été identifiées, tandis que 242 protéines ont été identifiées33 par LC-MS.
La protéomique quantitative
La protéomique quantitative est un outil utile pour les analyses protéomiques par LC-MS / MS34. Les méthodes de quantification peuvent être classés en quantification relative / absolue ou avec / sans étiquetage.
méthodes de quantification relative (ICAT, iTRAQ, IPTL ou SILAC) sont utilisés pour la comparaison des abondances de protéine ou de peptide entre les échantillons. D’autre part, à travers l’utilisation de peptides synthétiques marqués isotopiquement, une quantification absolue des peptides cible est obtenue.
Protéomique quantitatif par marquage
Techniques quantitatives par marquage Utilisez des composés isotopiques pour une analyse ultérieure par MS, obtenant une quantification relative. L’étiquetage des protéines peut être effectuée pendant la croissance cellulaire ou une fois que l’extraction de ceux-ci a été effectuée. Les échantillons à comparer sont différenciés par l’étiquetage isotopique. Selon la technique de marquage, nous différencons: ICAT (Code Isotope Affinity Marquage: marquage d’affinité avec codage isotopique) 35, ITRAQ (Multiplexé Isobaric Tingual Chimie: Multiposing chimique L’étiquetage isobarique) 36 E IPTL (Etiquetage du peptide isobarique Termini: Union terminale isobarique de la peptide) 37.
la quantification relative par marquage permet la comparaison des 2 populations en fonction de sa croissance cellulaire par SILAC (étiquetage des isotopes stables par / avec Aminino Acids in Cell culture: acides aminés isotopes stables en culture cellulaire) . Dans cette technique, des marqueurs isotopiques non radioactifs sont incorporés au cours de la croissance cellulaire pour les protéines non-NOVO38-41 de synthèse.
techniques de quantification significatives ont certaines limites, de même que l’augmentation de la complexité de la préparation de l’échantillon ( par le traitement indépendant de l’échantillon), la nécessité d’une grande concentration de ce fait , les coûts élevés des réactifs, marques incomplètes qui déforment le résultat et la nécessité d’ un logiciel spécifique pour la quantification.
protéomique marquage quantitatif libre
Les stratégies de marquage librement peuvent être utilisées pour la quantification des deux relatifs et absolus. Ces techniques atteignent une plus grande vitesse, des résultats plus propres et une analyse simple des résultats. Pour cette raison, ils sont prometteurs dans la quantification des protéines uncundant en raison de leur sensibilité élevée, même si à appliquer certains critères doivent être pris en compte: a) Il est nécessaire d’avoir des spectromètres de masse avec une grande précision et d’instruments HPLC avec un temps en toute sécurité rétention; b) suffisamment de matériau doit être appliqué pour déterminer la concentration en protéine avant la mesure par la SP dans le but d’appliquer des quantités équivalentes de peptides, et c) le nombre de peptides de la cellule hôte doit être réduite au minimum pour éviter les faux positifs.
La quantification des protéines par cette méthode est généralement basée sur 2 catégories: a) Mesure des changements d’intensité des ions, soit par des pics, soit par la hauteur de ceux-ci dans la spectrométrie, et b) le nombre de spectres des protéines identifiées après analyse MS / MS42-53.
Une amélioration de la protéomique quantitative sans étiquetage est l’incorporation de peptides synthétiques marqués isotopiquement comme des normes internes. Ces peptides permettent une quantification absolue (Aqua: quantification absolue) des peptides d’intérêt54.
Instruments d’analyse et d’identification des protéines par spectrométrie de masse
L’identification des protéines est effectuée plus à travers des spectromètres de masse. Ces instruments permettent d’obtenir des ions à partir de molécules organiques, de les séparer et de les détecter en fonction de leur masse / charge (m / z). Les spectromètres de masse sont composés de 3 composants: source d’ionisation, analyseur de masse et détecteur. Il existe différents types de spectromètres de masse en fonction de la combinaison des différents éléments. Les plus couramment utilisés sont les suivants:
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MALDI-TOF (désorption au laser assistée de matrice / ionisation-heure du vol: Suppression / ionisation par laser assisté par matrice, « temps de vol ») : Couramment utilisé pour l’identification des protéines au moyen d’une empreinte peptidique et de l’étude des profils protéiques d’un échantillon et d’interactions protéiques. Il convient de souligner le développement de la technique « Imaging », qui permet une visualisation 2 dimensionnelle de la distribution des métaux de traces, des métabolites, des lipides de surface, des peptides et des protéines, directement dans les tissus sans avoir une pré-extraction ni une extraction .55.56.
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SELDI-TOF (Heure d’ionisation de la désorption au laser en surface: désorption / ionisation par laser de surface amélioré, « temps de vol »): Cet instrument utilise la même technologie qui Le Maldi-TOF incorporant la fonctionnalisation de la plaque (échange d’ions, phase inverse, anticorps, ADN, autres protéines, etc.) dans lesquels l’échantillon est chargé. La comparaison des protéines retenues sur la plaque entre différents échantillons peut être utilisée pour la recherche de biomarkers57.
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ESI (ionisation électrospray: ionisation par électrospray): Cet appareil est particulièrement utile Pour le séquençage peptidique, car il permet l’ionisation des macromolécules en les fragmentant par les liaisons peptidiques (syndicats plus faibles), obtenant ainsi la séquence d’acides aminés56.58.
bioinformatique
protéomique Les analyses génèrent une grande quantité de données à analyser. Le développement d’outils bioinformatiques, tels que l’introduction de nouveaux algorithmes, a été la clé pour manipuler lesdits ensembles de données. Ce champ permet et facilite la manipulation de données à grande échelle, en développant des programmes et des outils de recherche appropriés. Ces outils ont été appliqués avec un grand succès dans le traitement des données MS, à la fois en analyse peptidique (identification des protéines), empreinte de fragmentation peptidique (identification de la séquence peptidique) et novo séquençage.
Il y a une multitude de programmes qui permettent l’identification de la silice des protéines. Dans des études protéomiques dans des maladies infectieuses, il existe des programmes permettant l’identification et la caractérisation des épitopes de l’agent pathogène qui interagissent avec le système immunitaire de l’hôte, de l’immunome. Les interactions pathogènes-hôte ne sont pas connues en profondeur dans de nombreuses maladies infectieuses, de sorte que les études bioinformatiques puissent diriger l’étude de ces interactions.
ApplicationsProtetome des microorganismes
Les études sur le protéome total des microorganismes pathogènes sont très utiles. en termes d’informations obtenues à partir d’une expression de protéines dans une condition donnée. Dans d’autres études, il est plus intéressant d’obtenir des informations de certains sous-produits, tels que les protéines exposées dans la membrane ou savoir quelles protéines déclenchent la réponse immunitaire dans l’hôte. Il convient de souligner le rôle de la PTMS dans l’interaction entre l’agent pathogène et l’hôte, de sorte que son étude dans des microorganismes pathogènes doit être prise en compte.
membrane, surface et sécrétée
Le sous-throtérotété de membrane constitue un ensemble de protéines liées à l’infection. Il existe des techniques pour la détection des protéines exposées sur la surface de la cellule (surfoma), de même que l’étiquetage spécifique des fluorophores dans la dige 2D et le rasage de la cellule. La technique de rasage cellulaire a été utilisée de manière satisfaisante dans divers agents pathogènes humains grampostatifs, comme dans Streptococcus59 ou Staphylococcus auureus60, bien que son applicabilité dans les bactéries gram-négatif ne soit pas encore connue.Ces bactéries ont une pellicule de cellules moins rigide et moins résistante que les Grampositivas, de sorte que le « rasé » compromet l’intégrité de la membrane et provoque une lyse cellulaire. Comme alternative à ces techniques, les protocoles d’extraction des protéines de la membrane existants ont été améliorés à travers différents détergents ou isolation membranaire61, comme c’est le cas de l’utilisation du tampon de carbonate pour l’élimination des protéines solubles contaminantes dans les échantillons.
Les protéines secrètes constituent un sous-producteur important et peuvent déclencher la lyse des cellules hôtes par des toxines, ce qui peut influencer l’adhésion, la colonisation et l’invasion, ainsi que la déviation de la réponse immunitaire de l’hôte62-66. Cet important groupe de protéines est perdu lors du traitement des bactéries intactes67.68. Les protéines des vésicules à membrane externe (OMV) sont un sous-producteur très important des agents pathogènes, car ils déclenchent des réactions immunogènes puissantes lorsqu’elles sont libérées par microorganisme au milieu extracellulaire. Les vésicules produites par N Neisseria Meningitidis ont été utilisées par leur effet immunoprotecteur contre ce pathogène69.70.
Biofilms
biofilms sont formés par un bioCap robuste de micro-organismes et de matrice extracellulaire. Cette structure permet aux cellules qui constituent la liaison à des surfaces artificielles ou biotiques, ce qui rend difficile l’élimination des microorganismes qui composent IT71. Les biofilms bactériens représentent une ancienne stratégie de survie procaryote. DonLan72 a défini le biofilm en tant que communauté microbienne sésile, caractérisée par des cellules respectées de manière irréversible à un substrat ou d’une interface, ou d’autres avec d’autres, incorporée dans une matrice de substances polymères extracellulaires qu’ils ont produites présentant un phénotype altéré par rapport à la vitesse de Croissance et transcription des gènes. Le biofilm fournit des bactéries intégrées à des avantages significatifs contre les fluctuations environnementales d’humidité, de température et de pH et de réserve de nutriments73. Pour cette raison, les différences d’abondance des protéines entre les cellules cultivées dans les cellules biofilm et des cellules végétales ont été étudiées à travers la 2e technique avec des colorants d’argent chez Candida albicans. À la suite de cette comparaison, il a été observé que les cellules cultivées dans le biofilm avaient une capacité anti-oxydative plus faible en plus de la protéine PIL1P, une protéine sensible au traitement avec un type d’antifongaze 74. Ce résultat a permis de trouver une cible et un traitement efficaces contre l’état le plus résistant de ces levures.
Identification des micro-organismes et de sensibilité à l’antimicrobien
L’identification des micro-organismes entraînant une infection minimale est possible au minimum possible. Par conséquent, un large domaine de la recherche est la recherche de techniques d’identification alternatives à phénotypiques / métaboliques, qui nécessitent, en plus de l’isolement du microorganisme, entre 18 et 24h de plus pour l’identification de cela. Une option d’identification rapide des micro-organismes est l’optimisation de la SP. Dans la révision de Jordana-Lluch et al.75, l’utilisation de cette technique et les avancées obtenues jusqu’à présent sont expliquées en détail.
L’application de la SEP dans l’identification des microorganismes ne nécessite que l’isolation et une moyenne de 5min; Cependant, dans ce processus, les données sur la sensibilité antimicrobienne ne sont pas obtenues. Pour obtenir cette information, la réalisation des tests de sensibilité du microorganisme est nécessaire, mais lesdits tests nécessitent un temps supplémentaire. Des études ont été menées à l’aide de la SP pour détecter la présence de bétalactames, distinction entre S.Aueue sensible et résistante à la méthicilline, et même détecter les facteurs de pathogénicité76-79.
Rechercher des biomarqueurs dans les fluides corporels
Les biomarqueurs facilitent le développement d’outils de diagnostic spécifiques, surveillant la réponse à la thérapie ou au progrès de la maladie80. Lorsque nous analysons des échantillons biologiques (de la provenance modèle humaine ou animale), la difficulté réside dans la création de groupes homogènes pour assurer une bonne corrélation des résultats. Pour cette raison, la normalisation de la classification des échantillons est essentielle.
La comparaison des fluides entre les patients et les contrôles peut permettre l’identification des protéines différentielles. Ces protéines peuvent être utilisées ultérieurement comme une méthode de diagnostic rapide. Une étude de ce type a été réalisée avec le virus Hepatitise (Hev), dans laquelle le plasma et l’urine de patients infectés ont été analysés par des échantillons de contrôle de creusement de 2D. Il a été démontré que plus de 30 protéines étaient exprimées de manière différence chez les patients atteints de Hev aigu par rapport à des contrôles81.Ces résultats démontrent le potentiel de la protéomique dans la recherche de biomarqueurs.
Les protéines différentielles obtenues en comparaison entre les patients présentant différents degrés de la maladie peuvent être utilisés pour déterminer le pronostic du patient.
Immunome
L’immunoprotéomique est un outil potentiellement utile dans le domaine de la recherche de biomarqueurs pour des maladies infectieuses, en particulier dans des situations où l’agent pathogène est difficile à cultiver à Vitro82-85. La technologie SELDI a été appliquée très récemment dans l’identification de biomarqueurs à discerner des souches d’hélicobacter pylori associées à différents états de maladie86. De cette manière, « signatures » d’anticorps en sérum83.84 sont identifiées.
L’identification et la caractérisation des protéines antigéniques est une exigence pour le développement de vaccins, car ils ont un grand intérêt comme alternative thérapeutique au traitement. Pour l’enquête sur l’immunoréactivité des anticorps humains ou des anticorps de modèles animaux contre les protéines microbiennes, la combinaison de 2de et d’immunoblot représente la méthode de choix. Les extraits de protéines totaux du microorganisme pathogène sont séparés par 2e et les protéines immunoréactives sont détectées par des immunoblots 2D avec sérum de patients infectés, par rapport au motif obtenu avec Sera Control87. Les protéines qui génèrent un signal différentiel entre les deux groupes sont identifiées par empreinte peptidique.
L’expression de la protéine varie en fonction de l’état et de la condition de la croissance des microorganismes. Pour cette raison, il est conseillé d’effectuer les immunoblettations avec un extrait de protéines de microorganisme cultivé in vivo, afin d’éviter les variations de transcription, de translation et d’après planification trouvées entre vitro VS in vivo.
immunoprotéomique est utile pour fournir des propositions générales diagnostic ou pour la sélection des biomarqueurs83. En outre, cette méthodologie peut être facilement appliquée à de multiples infections humaines et vétérinaires d’une grande importance en raison de son incidence et de son gravité88-96.
Les vaccins et les médicaments
La sélection des objectifs de drogue et / ou de vaccins est essentiel pour L’obtention d’un résultat optimal dans le contrôle et / ou le traitement d’une maladie infectieuse. Les critères à prendre en compte pour sélectionner une cible sont les suivants: a) qu’il est essentiel pour l’infectivité et la prolifération de l’agent pathogène dans l’hôte; b) qui a une faible redondance dans l’agent pathogène, bien qu’il ait une redondance élevée dans les pistes de l’hôte, à condition que les effets toxiques puissent être atténués; c) qu’il est largement et systématiquement exprimé dans les tissus d’infection et dans les différents patients de la population, et d) qu’il est traité thérapeutiquement à l’aide de petites molécules telles que Sirna, anticorps ou autres modalités pharmaceutiques.
Le vaccin inverse est une technique utilisée dans la recherche de nouvelles cibles. Cette approche permet une filtrage en faveur des protéines avec un potentiel immunogène. Les données obtenues du protéome pendant l’infection peuvent être exploitées comme base pour le développement de nouvelles chimiothérapies et vaccins antimicrobiens. Une faible proportion de ces protéines peut être utilisée comme cible pour la chimiothérapie antimicrobienne97 ou comme antigène pour les vaccins protecteurs98. Quelques agents pathogènes dans lesquels l’étude de l’immunome a été réalisée: chlamydia pneumoniae, Haemophilus grippe, Neisseria Meningitidis, Helicobacter Pylori, Bacillus Anthracis, Streptococcus Agalactiae, Mycobacterium Tuberculose et Mycobacterium BOVIS98-111.
Conclusion
La protéomique C’est un outil vraiment utile dans l’étude des maladies infectieuses, offrant une vision globale. Les analyses protéomiques permettent la réalisation d’une étude de base de la maladie, facilitant la recherche des marqueurs d’infection ou de virulence. Par la suite, les résultats obtenus ont une applicabilité de translationnelle visant le diagnostic et le pronostic de la maladie, ainsi que le développement de nouveaux thérapies antimicrobiennes et l’avance dans le vaccin.
techniques protéomiques permettant non seulement l’identification de nouveaux marqueurs, mais peuvent être implantés comme des techniques de diagnostic rapides, pouvant diriger un traitement avec une plus grande vitesse en évitant les cultures in vitro, qui nécessitent des temps d’incubation à long terme, retardant le diagnostic, ainsi que générer de faux négatifs dans ces microorganismes viables mais non cultivés.
Cette révision montre comment la protéomique est un puissant outil de recherche. À ce jour, de nombreux experts considèrent que les techniques de protéomiques utiles dans la découverte des protéines d’intérêt clinique, telles que les biomarqueurs, mais leur applicabilité de l’aide est faible.Le résultat obtenu dans des travaux de recherche sur le protéomique est adapté aux techniques classiques telles que l’ELISA, mais elles ne sont pas maintenues comme des outils de diagnostic. Cet examen vise à montrer les experts des nouvelles techniques de terrain clinique disponibles pour résoudre les difficultés qui se produisent jour après jour.
Actuellement, la protéomique est une zone valorisée par son utilité claire, bien qu’il reste encore beaucoup de travail qui se produisent dans des domaines tels que les maladies infectieuses. Pour améliorer son utilité à l’avenir, nous devons sensibiliser le public auprès de tout le personnel impliqué dans le domaine de la santé de son importance, ainsi que d’intégrer les résultats des études de tous les « Omica ». Ce dernier aspect revêt une grande importance, car, par exemple, la connaissance du génome d’un microorganisme est d’une importance vitale pour l’interprétation des résultats protéomiques.
Un autre aspect limitant en microbiologie clinique est l’isolement du microorganisme pour l’identification ultérieure. L’élimination de cette étape, la génomique et la protéomique amélioreraient son applicabilité dans l’identification de l’agent pathogène dans une infection. Par conséquent, ces améliorations permettraient d’accepter les techniques protéomiques dans l’environnement de soins pour la détection et le diagnostic dans les maladies infectieuses, la réduction du temps et des coûts.
Conflit d’intérêts
Les auteurs déclarent ne pas avoir de conflit d’intérêts.